MAVİDİL HASTALIĞINA KARŞI AŞILAMA İLE MÜCADELE

MAVİDİL HASTALIĞINA KARŞI AŞILAMA İLE MÜCADELE
Dr. Özden KABAKLI
Etlik Veteriner Kontrol Merkez Araştırma Enstitüsü- ANKARA
Mavidil, ruminantların bulaşıcı olmayan, enfeksiyöz ve vektörler ile nakledilen bir
virus hastalığıdır. Hastalık, Reoviridae ailesi içerisinde yer alan Orbivirus genusuna dâhil
Mavidil virusu tarafından oluşturulur (20). Mavidil virus genomu 10 adet çift zincirli RNA
segmentinden meydana gelir. Her genom segmenti bir viral proteini kodlar. Toplamda virusa
ait yedi adet yapısal (VP1-VP7) ve dört adet yapısal olmayan (NS1-NS3/A) protein
mevcuttur. En dış tabaka (dış kapsid) VP2 (segment 2) ve VP5 (segment 6) proteinlerinden
oluşur, VP2 proteini hedef hücre reseptörlerine tutunmada, hücreye girişte sorumludur
(47,53). Son yıllarda yapılan çalışmalar virulenste de görevli olduğunu göstermektedir. Ayrıca
virusun en değişken proteinleri olup, nötralizan antikorlar ile ilişkileri virusun serotipini
belirler. İç kapsid VP7 ve VP3 (segment 7 ve 3) tarafından oluşturulan iki tabaka halindedir.
Çift katlı kapsid tabakasının içerisinde viral genom ile birlikte viral enzim aktivitelerini
gerçekleştiren VP1, VP4 ve VP6 proteinleri bulunur. Yapısal olmayan NS1 proteini 5.
segment tarafından kodlanır. Bu protein viral replikasyon sırasında hücre sitoplazmasında,
görevi halen tanımlanmamış olan tubuler yapıları oluşturur. Virulenste görevli olan
NS3/NS3A proteinleri segment 10’dan sentezlenirler ve glikozlanmış proteinlerdir. Bu
proteinler mavidil virusunun serotipleri ve suşları arasında oldukça iyi korunmuştur
(47,49,53). Günümüzde mavidil virusuna ait, aralarında çapraz bağışıklık bulunmayan 26
farklı serotipi tespit edilmiştir (7).
Mavidil virusunun bilinen tüm ruminant türlerini enfekte edebildiği düşünülmektedir.
Enfeksiyon sığır ve vahşi ruminantlarda genellikle asemptomatiktir (47). Bununla birlikte
koyunlarda özellikle de yüksek verime sahip ırklarda, yüksek ateş, nazal akıntı, baş
bölgesinde ödem, oral mukozalarda hiperemi ve ülserasyon, dilde siyanoz ve ayak lezyonları
ile seyreden klinik tablo oluşturur. Ayrıca döl veriminde azalma, abort ve konjenital
anomalilere de neden olmaktadır (4,41).
Hastalık duyarlı bireyler arasında Culicoides türü sokucu sinekler tarafından
nakledilmektedir (4). Bir hayvandan diğerine direk bulaşma semen ve plasenta yolu ile
olmaktadır (20). Enfeksiyon özellikle Culicoides popülasyonunun ortaya çıktığı yaz sonu ve
sonbahar aylarında görülmektedir (4).
Enfekte sığırlar, 12-14 haftaya kadar uzayabilen viremi dönemi ile mavidil
epidemiyolojisinde önemli rezervuarlardır. Bu rezervuarlarda kış aylarında varlığını devam
ettiren virus, kış sonunda sokucu sinekler yolu ile duyarlı konaklardaki yayılımına devam eder
(20,41,46).
Mavidil enfeksiyonu, Uluslararası Salgınlar Ofisi’nin düzenlediği A grubu hastalıklar
listesinde yer almaktadır. Mavidil virusu uygun koşulları yakaladığı dönemlerde hızlı bir
şekilde yayılma özelliğine sahiptir. Tüm bunlarla birlikte salgın meydana gelen ülkede hayvan
ve hayvansal ürünlerde uygulanan ambargolar, ciddi sosyo-ekonomik problemleri de
beraberinde getirmektedir (22,41,44).
Günümüzde 35o güney ve 50o kuzey enlemleri arasında kalan bölgede global bir
yayılım gösteren Mavidil 1940’ lara kadar sadece Güney Afrika’ da tanımlanırken, 1943
yılında Kıbrıs’ ta ve 1956-1957 yıllarında Portekiz ve İspanya’da ortaya çıkan enfeksiyon
takip eden yıllarda Amerika, Orta Doğu, Asya ve daha sonrada Avusturalya’ da da görülmeye
başlanmıştır (44,48,50). Enfeksiyon, Kuzey Avrupa’ da 1998 yılına kadar her defasında tek
bir serotipin meydana getirdiği periyodik ve kısa süreli epizootiler şeklinde ortaya
çıkmaktaydı. Ancak, 1996 ve 2006 yılları arasında Avrupa kıtasında, altı farklı serotipin
(serotip 1, 2 ,4, 8, 9 ve 16) oluşturduğu en az on adet enfeksiyon çıkışı rapor edildi.
Enfeksiyon 1998 yılından bu yana kademeli olarak yayılımına devam etmektedir. Ağustos
2006 da, Hollanda, Belçika, Almanya ve Kuzey Fransa da ilk defa BTV-8 salgınları ile BT
enfeksiyonu ortaya çıkmıştır (2,3,50). Kuzey Afrika da ortaya çıkan BTV-1, buradan
Sardunya adasına geçmiştir. Kıbrıs adasında BTV-4 varlığına ek olarak, BTV-16 tespit
edilmiştir (45).
Ülkemizde Mavidil virusunun varlığı ilk olarak 1944 yılında Hatay bölgesinde
bildirilmiştir. Bunu takiben 1978 ve 1979 yılları arasında Yonguç ve ark.(74) tarafından ikinci
bir mavidil salgını rapor edilmiş ve etken serotip 4 olarak tanımlanmıştır. Uzun bir aradan
sonra 1999 ve 2001 yılları arasında Etlik Merkez Veteriner Kontrol ve Araştırma Enstitüsü
Viroloji Teşhis Laboratuvarı tarafından Edirne ilinde mavidil enfeksiyonu tespit edildi (21).
Sinek popülasyonunun aktif olduğu dönemde ise enfeksiyon Ege ve Akdeniz bölgelerine
yayıldı. Türkiye' de en son salgın 2014 yılında Yunanistan ve Bulgaristan'ın ardından Trakya
bölgesinde BTV- 4 salgını başlamıştır. Türkiye’de halen tip 4, 9 ve 16 olmak üzere 3 farklı
serotipinin bulunduğu bildirilmektedir (21,54).
KONAKÇI DUYARLILIĞI -VİREMİ VE İMMUN YANIT
Enfekte hayvanlarda uzun bir viremi olsa da, persistent değildir (4,10,46). Diğer kan
hücrelerinin aksine, enfeksiyonun geç safhalarında dahi vireminin devamlılığı virusun bağlı
olduğu eritrositin yaşam süresine bağlıdır (41). Ayrıca viremi enfekte olan hayvan türü ve
ırkıyla da ilişkilidir. Viremi koyunlarda 14-54 gün ve keçilerde 19-54 gün arasında devam
eder (6,33,37,38). Sığırda ise bu süre 60 hatta 100 güne kadar uzayabilir (70); bu durumda
epidemiyolojik açıdan sığırı önemli bir konak haline getirir (55).
Enfekte hayvanlar virusa interferon üretimi ve humoral ve hücresel immün yanıtlarla
cevap verir (39,43). Serotipe özgü, VP’2 proteinine karşı oluşmuş nötralizan antikorlar,
homolog suşla tekrar enfeksiyona karşı koruma sağlar (18,29,43,69). Ayrıca daha az miktarda
olmakla beraber VP5 proteinine de karşı nötralizan antikor uyarımı oluşur (35,61). Bunların
yanı sıra enfekte ruminantların kan serumları serogrup spesifik VP7, yapısal ve yapısal
olmayan diğer viral proteinlere karşı oluşan antikorları içerebilir (40,42,59). BTV’ ye karşı
oluşan hücre aracılı immün yanıt virusun yayılımını azaltabilir, ancak virusu tamamen ortadan
kaldıramaz (4,39). Enfekte hücrelerde sitotoksik bir etki yaratarak, CD8+ T lenfositler en
etkili rolü oynar (4,39,69).
Aktif İmmun Yanıt
Koyunlarda virulent virus ya da aşı suşuna karşı oluşan serotip spesifik aktif immun
yanıt infeksiyondan ya da aşılamayı takip eden 30. günde en yüksek seviyesine ulaşır ve
koruyucu düzeyde serotip spesifik nötralizan antikorlar SN test gibi invivo yöntemler ile 12
aya kadar tespit edilebilir (11,30). Tespit edilebilir antikor titresi enfeksiyon ve aşılamayı
takiben 16. günde yükselmeye başlar 44-66 hafta arası kalıcı olur. (11,38). Koyunlarda
duyarlı türlerde ve virusun antijenitesine bağlı olarak nötralizan antikorlar 10. günde
görülmeye başlayabilir ve 2 yıl boyunca tespit edilebilir. Aşılanan veya enfekte keçilerde ve
sığırlarda nötralizan antikorlar koyunlarda olduğu gibi erken görülmez ancak 4 hafta gibi aynı
sürede yüksek titreye ulaşır ve 2 yıl süresince tespit edilebilir. Keçilerde ve sığırlarda da
koyunlarda olduğu gibi koruyucu düzeyde nötralizan antikorlar 12 ay boyunca görülür.
(5,11,6,37,46). Günümüzde mavidil virusuna ait, aralarında çapraz bağışıklık bulunmayan 26
farklı serotipi tespit edilmiştir, bu serotiplerden endemiler oluşturan 15 serotipe karşı 3 şişe de
5'li kombinasyonlar şeklinde Güney Afrika' da Ondersport' ta polyvalan attenue canlı aşılar
üretilmektedir. Benzer şekilde Amerika' da da bazı serotiplere karşı attenue canlı aşılar
üretilmektedir. Bu aşılar homolog suşlara karşı koruma amaçlı kullanılmaktadır (27,49,57,58).
Yapılan araştırmalar ve saha uygulamaları sırasında bazı serotipler arasında çapraz
nötralizasyon yani çapraz koruma olduğu bildirilmiştir, özellikle aynı serogrup içinde olan
serotipler arasında heterolog suşlara karşı kuvvetli koruma sağlandığı gösterilmiştir. BTV- 4
ile immunize edilmiş koyunlarda aynı serogrup içinde yer alan BTV- 9, 10, 11'e ve farklı
serogrupta yer alan BTV-1 'e karşı challenge yapılmış ve BTV- 9 ve BTV-11'e karşı tam
koruma sağladığı, BTV-10 ve BTV-1'e karşı kısmi koruma sağladığı gösterilmiştir (77).
Benzer şekilde inaktif aşılarla da heterolog suşlara karşı koruma sağlandığı bazı araştırıcılar
tarafından gösterilmiştir (14) .
Pasif İmmun Yanıt
BTV yönünden immun olan koyunlardan, sığır ve keçilerden doğan yavrular
kolostrum ile elde ettikleri pasif immunite (maternal antikorlar) ile enfeksiyonlara karşı
yüksek düzeyde koruma sağlarlar. Bu pasif immunite 3-6 ay arasında koruma sağlamaktadır
(11).
KORUMA VE PROFİLAKTİK İMMÜNİZASYON
BTV ile enfekte ülkelerden hayvan ithalatının yasaklanması öncelikli bir önlemdir,
bunu sahanın klinik, serolojik ve virolojik olarak incelenmesi ve vektör takibi izler.
Profilaktik immünizasyon ve vektör kontrolü veya vektör saldırılarının engellenmesi de
önlemler arasında yer alır.
Birçok ülke için ciddi bir ekonomik problem olan mavidil virusu (BTV) ile
mücadelede en etkili yol hayvan sürülerinin hastalığa karşı yüksek düzeyde bağışık hale
getirilip, bundan doğacak ekonomik kayıpların, virus sirkülasyonun ve hayvan
hareketlerindeki kısıtlamanın önüne geçmektir. Koruyucu aşılama sürünün en azından %80'
ini kapsayacak şekilde gerçekleştirildiğinde, klinik mavidili ya da doğadaki BTV döngüsünü
kırarak hastalık sürecini hafifletebilir; bu sayede hayvan kayıplarına bağlı ekonomik zararı
azaltır ve BTV enzootik bölgelerden hayvan naklini ve ticaretini mümkün kılar (9,17,66).
Mavidil aşıları serotip spesifik olduğundan, kullanımından önce bölgede sirküle eden serotip
dikkate alınmalıdır. Ülkeler arasında farklılıklar olmasına karşın yoğun mavidil aşılama
programları; sadece koyunların aşılanması, koyun, keçi ve sığırların tümünün aşılanması
şeklinde uygulanmakta olup amaç virus sirkülasyonunu kırmaktır (17).
İdeal bir Mavidil aşısı; mümkün olduğunca çok BTV serotipine karşı koruma
sağlaması, aşı virusunun tekrar virülent hale geçmemesi, sirküle olan diğer suşlarla rekombine
olmaması, aşılı ve aşısız hayvanların ayrımına imkan vermesi, kolay erişilebilir ve ucuz
olması istenmektedir. Ne yazık ki günümüzde tüm bu istekleri bünyesinde barındıran tek bir
aşı türü yoktur. Mavidil aşılarına ilişkin en erken bildiri Theiler tarafından 1906 yılında,
Güney Afrika’ dan gelmiştir. Bunu takiben Güney Afrikalı bilim adamları 1951 yılında
Alexsander ve Haig (1) ilk yumurta adapte attenüe suşları geliştirdiler. Bu çalışma 15 değişik
serotip için attenüe virus aşılarının kullanılmasına ve sadece Güney Afrika’ da değil pek çok
diğer ülkede hastalığın kontrolü için önemli rol oynamasına sebep olmuştur. Bu bölgelerde
multivalan olarakta hazırlanan attenue aşılar halen kullanılmaktadır. Türkiye’de 1978 yılından
itibaren SA BTV-4 suşundan hazırlanan monovalan attenue mavidil aşısı üretilmekte ve
kullanılmaktadır (21,74). Bununla birlikte değişik ülkelerde ve ülkemizde benzer canlı attenüe
aşılar, endemik serotiplere veya spesifik salgınlara karşı geliştirilmiştir (19,23,27,31,34,65).
Bunun yanısıra inaktif mavidil aşı üretimi için farklı aşı çalışmaları mevcut olup ilk çalışmalar
içinde Parker ve arkadaşları'na (56), ait inaktif aşı denemesi en çok bilinenidir. 1998 sonrası
Güney Avrupa'da çıkan mavidil salgınından sonra Savini va ark. (63) BTV-2 ve BTV-4'e
karşı inaktif monovalan daha sonra bivalan aşı geliştirmişlerdir. Daha sonra inaktif aşı
çalışmaları devam etmiştir. Bugün için Avrupada kullanılan monovalan BTV-1,BTV-8 ve
BTV-9 inaktif aşılar mevcuttur (67,76). Canlı ve inaktif aşı seçeneklerinden dolayı, aşı ile
hastalık mücadelesinde ülkeler arasında farklı uygulamalar vardır. Onlarca yıldır Amerika
Birleşik Devletleri, Güney Afrika, İsrail ve Hindistan gibi ülkeler Modifiye Canlı BT aşısını
(MLV) kullanmaktadırlar. 1999 yılına kadar ciddi bir BT salgınıyla karşılaşmayan Avrupa
Birliği (AB) ülkelerinde ise BT enfeksiyonunu takiben ülkeler bazında değişmekle beraber
yaklaşık 6 yıl süreyle MLV kullanılmış ve bu süreçte geliştirilen inaktif BT üretimiyle, AB
ülkeleri inaktif aşı kullanımına yönelmiştir (16,17,49) .
Bununla birlikte yeni aşı çalışmalarına devam edilmektedir. Bugün için aşılı ve
enfekte hayvanların ayrımını sağlamak (DIVA) inaktif aşılarla teorik olarak mümkün
görülsede henüz geliştirilmiş bir sistem bulunmamaktadır. İnaktif ve MLV BT aşılarına
alternatif olması amacıyla genetik olarak yapısı değiştirilmiş çeşitli protein aşılar, virusbenzeri parçacık aşıları gibi yeni nesil aşı çalışmalarıda yapılmaktadır. Alternatif olarak
antiviraller, siRNA, interferon and nanoteknoloji mavidilin kontrolunde mümkün olacaktır
(9).
Attenüe Viral Aşılar
Attenüe viral aşılar ucuz, üretimi kolay ve tek doz halinde uygulandığında en az bir yıl
süren güçlü immun yanıt alınan aşılardır. Bu aşılar salgın olan bölgelerde salgını kontrol
etmekte oldukça etkilidirler. Koyunlarda belirgin klinik belirti oluşturmaksızın çoğalırlar ve
aynı serotip virulent virusa karşı koruma sağlarlar. Heterolog serotiplere karşı bazılarında tam
koruma sağlarken bazılarında kısmi koruma sağlarlar. Attenüe aşı ile aşılanmış hayvanlar
uzun süreli humoral antikor yanıt oluştururlar.
Ancak attenüe BTV aşılarının bazı dezavantajlarıda (53,68,71,75) bulunmaktadır:
Gebeliğin ilk trimester yada ilk yarısında canlı aşı uygulaması sonucu fötal malformasyonlar
olabilir, attenüe BTV plesentayı geçerek, gebe ruminantlarda aborta sebep olabilir (9,26), koç
katımından kısa süre önce canlı aşı ile aşılanırsa koçlarda geçici steriliteye sebep olabilir
(13,66). Attenue canlı mavidil aşılarının bilinen bu yan etkilerinden dolayı aşı
prospektüslerinde gerekli uyarılar bulunur. Aşılama takvimi bu dönemler göz önünde
bulundurularak anaç koyunlara kuzulamayı takiben ya da koç katımından 9-15 hafta öncesi
yapılması, koçlara da koç katımından sonra aşılama yapılması önerilir. Eğer koç katımından
önce yapılma zorunluluğu varsa koçların en azından 9 hafta öncesinden aşılanmaları önerilir
(9,13). Ayrıca attenue aşı viruslarının ruminantlarda iki hafta süren viremi sebebiyle aşı
virusu ile virulent vahşi viruslar ile reassortment oluşturma riski, yeni virulent suşların
oluşmasına sebep olarak, gerek omurgalı konaklarda gerekse vektörlerde virulent hale geri
dönme potansiyeli olabileceği bildirilmiştir (72). Ancak yıllardır Amerika Birleşik Devletleri,
Güney Afrika, İsrail ve Hindistan gibi ülkelerin yanısıra ülkemizde de Modifiye Canlı BT
aşısı (MLV) kullanılmaktadır ve iddia edilen bu etkilerin hiçbiri kanıtlanmamıştır. Bununla
beraber Caporale ve Giovanni (17) canlı aşıların beşeri hekimlikte ve hayvan sağlığında
yıllardır güvenle kullanıldığını bunların sadece bir hipotez olduğu gerçek bilimsel verilere
dayanmadığını, bildirmişlerdir.
Kullanımda olan attenue aşıların diğer bir dezavantajı olarak sadece koyunlar için
dizayn edildiği ve bunların diğer türlerde güvenlik ve etkinliğine dair çok az veri olduğu
söylenmekteydi. 1998 sonrası Güney Avrupa'da çıkan mavidil salgınından sonra attenue canlı
mavidil aşıları sığır ve keçi sürülerinde de etkili ve güvenli olarak kullanılabileceği gösterildi
(17,63)
İnaktif Tam Partikül Aşısı
Bunlar attenüe aşılara göre önemli avantajlar sağlar, çünkü konakta replike olan bir
virusun olmaması viremi, vektör transmisyonu ve virulense dönüş gibi şüpheleri ortadan
kaldırır. Bu aşı aynı zamanda attenüe mavidil aşılarında belirtilen fötal enfeksiyonların
oluşmasını ve viral reassortmentin meydana gelme olasılığını ortadan kaldırır. İnaktif aşıların
kullanımı aynı zamanda yeni oluşan serotiplere karşı hızlı bir önlem alınmasına olanak verir.
Yeni bir tip sahadan izole edildiğinde bu hızla üretilebilir, klonlanabilir ve Beta-propialakton
(32,56,64), gama radyasyon (15) veya Binaryetilenimine (8,57,68) ile kolayca inaktive
edilebilir. Bu doneleri temel alan inaktif aşılar ticari olarak kullanılmaktadır ve iyi bir
immünojenite ve güvenliğe sahip olduğu gösterilmiştir (32,57,58,63,64). Bununla birlikte
inaktif aşıların üretimi attenüe aşılara göre daha pahalı ve aynı zamanda koruyucu bağışık
yanıt oluşturabilmeleri için bir adjuvantla en az iki doz olarak uygulanması gerekmektedir.
İnaktif aşıların oluşturduğu antikorlar kısa sürelidir ve kısa süreli bağışıklık oluştururlar.
YENİ NESİL AŞILAR
Son zamanlardaki rekombinant DNA teknolojisi, güvenli aşıların geliştirilmesine
imkan sağlamıştır. Bu aşılar henüz ticari değildir. Bu teknoloji hem güvenlik hem de marker
aşı geliştirmedeki potansiyeli açısından önemli avantajlar sağlar. Marker aşılar risk altında
olan bölgelerde, arilik statüsünü tehlikeye atmadan profilaktik amaçla da kullanılabilir.
Bununla beraber yürütülecek serolojik test ile aşılı ve aşısız hayvanlar ayırt /edilebilir. DNA
rekombinant teknolojisi yüksek koruyucu immün cevap oluşturabilecek imünojenik
proteinlerin ve partiküllerin sentezini sağlar.
Son yıllarda insektlere özgü Baculovirusler yabancı proteinlerin yüksek düzeyde
sentezi için vektör olarak kayda değer bir şekilde gündeme gelmiştir. Protein mühendislik
sistemleri bireysel mavidil virus proteinlerinin, çekirdek- (tek kılıf) benzeri ve virus-benzeri
(çift kılıf) çoklu protein yapılarının (CLP, VLP) sentezi için kullanılmaktadır. Bu 16 adet
mühendislik ürünü partiküller özellikle virus partiküllerinin taklit edeler fakat her hangi bir
genetik materyal içermezler (24,25).
VLP’ ler virulent BTV maruziyetine karşı tip spesifik ve uzun süreli koruma sağlar.
Buna ek olarak, iki farklı serotip için VLP karışımları karıştırılan her serotip için tam koruma
sağlarken, yakın ilişkili serotiplere karşıda (VP2’ nin amino asit dizilimine dayanarak) kısmi
koruma sağlar. Dolayısıyla VLP’ ler BTV aşılaması için değerli bir yaklaşım sunarlar.
Ters genetik ve Gelecekteki aşılar
BTV için geliştirilen geleneksel aşılar virusun yumurtalarda veya koyunlarda pasajı ile
attenüasyonuna dayanır. Son zamanlarda BTV için geliştirilen ters genetik sistemi attenüe
aşıların rasyonel dizaynına olanak sağlar. Enfeksiyöz BTV DNA klonlarından invitro olarak
her bir genom segmenti için bir transkript oluşturarak üretilir ve bu transkriptler duyarlı
hücrelerin transfekte etmek için kullanılır (28). Bu sistem sonuçta oluşan virus canlı kaldığı
müddetçe BTV genomuna herhangi bir mutasyonu tanıtma imkânı sağlar. BTV mutantlarının
ruminant konaklardaki virulensi test edebilme özelliği BTV’nin patojenite determinantlarını
belirlemeye yardımcı olur ve bu sonuçlar çok sayıda attenüe edici mutasyonlarla virus
suşlarını dizayn etmede kullanılabilir. Ters genetik verileri ve BTV VIPlerinin oluşturulması,
patojenik olarak farklı serotiplerden gelen dış kapsid proteinlerinin canlı BTV suşlarını
oluşturabilmek için sağlam çekirdek proteinleri üzerinde bir araya gelebildiğini teyid etmiştir
(12,36,55). Bu gözlem belirli bir attenüe genetik temeli ve ilgilenilen serotipten elde edilen
antijenik olarak önenli dış kapsid proteinlerinin tanıtılmasının mümkün olacağını ortaya
koymaktadır. Ters genetik aynı zamanda BTV için engellenmiş tek siklus (Disabled infectious
single cycle = DISC) aşılarının geliştirilmesi için temel oluşturur. Bu aşılar da virus aşılanan
hayvanı enfekte eder, fakat bunun bir replikasyon siklusunu tamamlamasını engeller.
Enfeksiyonun sonlandırılması, enfeksiyon bölgelerinde viral bölgelerin sentezine izin verirken
hayvanlarda enfeksiyoz virus veya hastalık oluşmaz. Bu duruma sıra dışı attenüasyon formu
da denir. Bir disk aşı suşu inaktif aşıların pek çok güvenlik özelliğini sergilerken doğal
enfeksiyon bölgelerinde viral proteinlerin sentezini korur ki bu da canlı aşılarda gözlemlenen
bir özelliktir. BTV için geliştirilen disk aşılarının (60) daha güvenlikli olması ve daha iyi
bağışıklık oluşturması gelecek için heyecan verici bir gelişmedir.
Rekombinant Aşılar
Rekombinant virus benzeri partiküller (VLP) veya tek BTV antijenleri gibi
rekombinant aşılar güvenlidir ve etkili oldukları gösterilmiştir (28,51,62) VLP aşıları değişik
ülkelerde bazı klinik denemeleri yapılan tek aşılardır (35). Bunlar düşük dozda iki
inokulasyon ile uzun süreli koruma sağlarlar. Böcek hücre kültürü üretimindeki son
gelişmelere bağlı olarak VLP aşıları çok uygun maliyetlerde üretilebilir.
Kaynaklar
1. ALEXANDER, R.A., HAİG, D.A. (1951). The use of egg attenuated bluetongue virus in the
production of a polyvalent vaccine for sheep. Onderstepoort J. Vet. Res. 25 (1): 3-15.
2. Anonim (1999) Bluetongue emergency in Bulgaria, Turkey and Greece. In, EMPRES
Transboundary Animal Diseases Bulletin. Erişim:
[http://www.fao.org/documents/show_cdr.asp?url_file=/docrep/X3444e/x3444e04.htm]
3. Anonim (2004a) Bluetongue in Croatia. Serological findings in sentinel bovine animals.
Follow-up report no:1. In, Disease Information, 3 December 2004, Erişim
[http://www.oie.int/eng/info/hebdo/AIS_16.HTM#Sec0]
4. BARRATT-BOYES S, MACLACHLAN NJ (1994). Dynamics of viral spread in bluetongue
virus infected calves. Vet. Microbiol. 40:361–371.
5. BARRATT-BOYES SM, ROSSİTTO PV, TAYLOR BC, ELLİS JA, MAC- LACHLAN NJ
(1995). Response of the regional lymph node to bluetongue virus infection in calves. Vet.
Immunol. Immunopathol. 45:73–84.
6. BARZİLAİ E, TADMOR A (1971). Multiplication of bluetongue virus in goats following
experimental infection. Refuah Veterinarith. 23:11–20.
7. BATTEN. C., MANN. S., SHAW. E., MANN. N., MERTENS.P. (2008) A European Field
strain of bluetongue viruse derived from two parental vaccine strains by genome segment
reassortment.Virus Res.(137),56-63
8. BERRY LJ, OSBURN BI, STOTT JL, FARVER T, HERON B, PATTON W (1982).
Inactivated bluetongue virus vaccine in lambs: differential serological responses related to
breed. Vet. Res. Commun. 5:289-293.
9. BHANUPRAKASH V, INDRANİ BK, HOSAMANİ M, BALAMURUGAN V, SİNGH RK
(2009): Bluetongue vaccines: the past, present and future. Expert Reviews Vaccines 8, 191–
204.
10. BONNEAU KR, DEMAULA CD, MULLENS BA, MACLACHLAN NJ (2002). Duration of
viremia infectious to Culicoides sonorensis in bluetongue virus-infected cattle and sheep. Vet.
Microbiol. 88:115–125.
11. BOWNE G.J. (1971). Bluetounge Disease. Advances in Veterinary Science and Comparative
Medicine. 15, 1-41.
12. BOYCE M, CELMA CP, ROY P (2008). Development of a reverse genetics system for
bluetongue virus: recovery of infectious virus from synthetic RNA transcripts. J. Virol.
82:8339–8348
13. BREARD E, POZZİ N, SAİLLEAU C, DURAND B, CATİNOT V, SELLEM E, DUMONT P,
GUERİN B, ZİENTARA S (2007): Transient adverse effects of an attenuated bluetongue virus
vaccine on the quality of ram semen. Veterinary Record 160, 431–435.
14. BREARD E., BELBİS G., VİAROUGE C, NOMİKOUC K., HAEGEMAND A., DE
CLERCQD K., HUDELETE P., HAMERSF C, MOREAUG F., LİLİNG T., DURANDH D,
MERTENSC P., VİTOURA D, SAİLLEAUA C, ZİENTARA S. (2015). Evaluation of
adaptive immune responses and heterologous protection induced by inactivated bluetongue
virus vaccines. Vaccine,33(512-518).
15. CAMPBELL CH, BARBER TL, KNUDSEN RC, SWANEY LM (1985). Immune response of
mice and sheep to bluetongue virus inactivated by gamma irradiation. Prog Clin Biol Res.
1985;178:639-47
16. CAPORALE V.(2008). Bluetounge Control Strategy, including recourse to vaccine-a critical
review. Conf. OIE 2008, 189-207.
17. CAPORALE,V., GIOVANNINI,A. (2010). Bluetounge control strategy, including recourse to
vaccine: a critical review. Rev. Sci.tech.off.int.Epiz., 29(3), 573-591.
18. COWLEY JA, GORMAN BM (1987). Genetic reassortments for identification of the genome
segment coding for the bluetongue virus hemagglutinin.J.Virol. 61:2304–2306.
19. ÇALIŞKAN E., KABAKLI Ö, GÜNGÖR A.B, ERTÜRK A., ÇİZMECİ Ş.G, BARUT M.F,
ÜN H.(2013). Mavidil Virus İzolatlarının Attenuasyon Çalışmaları. TAGEM/HS/09/14/156
Nolu proje.
20. ERASMUS, B. J. (1990). Bluetongue virus. In: Virus Infections of Ruminants, Ed: Dinter, Z.,
Morein, B., Elsevier Science Publishers, Chapter 21, p.: 227-237.
21. ERTÜRK, A., TATAR, N., KABAKLİ, O. , INCOGLU, S., CİZMECİ, S.G., BARUT, F.M.
(2004) The current situation of bluetongue in Turkey. Vet. Ital., 40 (3), 137-140
22. European Commision Health Consumer Protection Directorate- General
(
Sanco/C3/AH/R19/2000) Possible use of vaccination against Bluetongue in Europe. Scientific
Committee on animal health and animal welfare. Adopte 27 june 2000.
23. FRANCHI. P., MERCANTE. M.T., RONCHI. G.F. ARMILLOTTA.G., ULISSE. S.,
MOLINI. U., Di VENTURA.M., LELLI. R., SAVİNİ. G., PINI. A. (2007) Laboratory tests for
evaluating the level of attenuation of bluetongue viruse. J.Virol. Methods 153: 263-265
24. FRENCH TJ, MARSHALL JJ, ROY P (1990). Assembly of double-shelled, virus-like particles
of bluetongue virus by the simultaneous expression of four structural proteins. J. Virol.
64:5695-5700.
25. FRENCH TJ, ROY P (1990). Synthesis of bluetongue virus (BTV) corelikeparticles by a
recombinant baculovirus expressing the two major structural core proteins of BTV. J. Virol.
64:1530–1536.
26. GORMAN,B.M. ( 1994). The Bluetounge Viruses. İn: Current Topics in Microbiology and
Immunology. Ed: P.Roy and B.M. Gorman Springer Verlag-Berlin. 162:1-15.
27. GÜNGÖR AB,KABAKLI Ö,ÇALIŞKAN E.(2011).Mavidil Serotip-4 attenue liyofilize
aşısının farklı stabilizatörler ile üretilmesi. Etlik Vet Mikrobiyol Derg, 22, 16-22
28. HARPER DM, FRANCO EL, WHEELER CM, MOSCİCKİ AB, ROMANOWSKİ B,
ROTELİ-MARTİNS CM, JENKİNS D, SCHUİND A, COSTA CLEMENS SA, DUBİN G;
HPV Vaccine Study group (2006). Sustained efficacy up to 4.5 years of a bivalent L1 virus-like
particle vaccine against human papillomavirus types 16 and 18: follow-up from a randomized
control trial. Lancet 367:1247-1255.
29. HASSAN SS, ROY P (1999). Expression and functional characterization of bluetongue virus
VP2 protein: role in cell entry. J. Virol. 73:9832–9842.
30. HOWELL. P.G., VERWOERD. D.W. (1971) Bluetongue virus. In Virology Monographs, Vol.
9 ( S. Gard, C. Hallaver, K.F. Meyer, eds.) Springer Verlag, Newyork, 35-74.
31. HUNTER P, MODUMO (2001). A monovalent attenuated serotype 2 bluetongue virus vaccine
confers homologous protection in sheep. Onderstepoort J. Vet. Res. 68:331-333.
32. KABAKLI Ö, GÜNGÖR A.B,ÇALIŞKAN E.,ÇELİK N.,DEMİRHAN İ.,EROL H.,KESKİN H., YURDAKUL H. (
2011). İnaktif mavidil serotip 4 aşısı üretimi .Etlik Vet Mikrobiyol Derg, 22, 32-38
33. KOUMBATİ M, MANGANA O, NOMİKOU K, MELLOR PS, PAPADOPOULOS O (1999).
Duration of bluetongue viremia and serological responses in experimentally infected European
breeds of sheep and goats. Vet. Microbiol. 64:277–285.
34. LACETERA N, RONCHİ, B (2004). Evaluation of antibody response and non-specific
lymphocyte blastogenesis following inoculation of a live attenuated bluetongue virus vaccine
in goats. Am. J. Vet. Res. 65:13311-1334
35. LOBATO ZI,COUPAR BE,GRAY CP,LUNT R,ANDREW ME (1997).Antibody responses
and protective immunity to recombinant vaccinia virus-expressed bluetounge virus antigens.
Vet.Immun.Immunopathol.59:293-309.
36. LOUDON PT, HİRASAWA T, OLDFİELD S, MURPHY M, ROY P (1991). Expression of
the outer capsid protein VP5 of two bluetongue viruses, and synthesis of chimeric doubleshelled virus-like particles using combinations of recombinant baculoviruses. Virology
182:793–801.
37. LUEDKE AJ, ANAKWENZE EI (1972). Bluetongue virus in goats. Am. J. Vet. Res. 33:1739–
1745.
38. LUEDKE AJ, JOCHİM MM, BOWNE JG (1965). Preliminary bluetongue transmission with
the sheep ked Melophagus ovinus (L.). Can. J. Com. Med. Vet. Sci. 29:229–231.
39. MACLACHLAN NJ (1994). The pathogenesis and immunology of bluetongue virus infection
of ruminants. Comp. Immunol. Microbiol. Infect. Dis.17:197–206.
40. MACLACHLAN NJ (2004). Bluetongue: pathogenesis and duration of viraemia. Vet. Italia
40:462–467.
41. MACLACHLAN NJ, GARD G (2009). Clinical signs and pathology. In: Mellor P, Baylis M,
Mertens PPC (eds.): Bluetongue. Academic Press, London, pp. 285–293
42. MACLACHLAN NJ, HEİDNER HW, FULLER FJ (1987). Humoral immune response of
calves to bluetongue virus infection. Am. J. Vet. Res. 48:1031–1035.
43. MACLACHLAN NJ, THOMPSON J (1985). Bluetongue virus induced interferon in cattle.
Am. J. Vet. Res. 46:1238–1241.
44. MANN, N., MANN, S., SINGH, K.P., SAMUEL, A. R., MERTENS, P., Development of
reverse transcriptase-polymerase chain reaction-basedassays and sequencing for typing
European strains of bluetongue virusand differential diagnosis of field and vaccine strains. Vet.
Ital. 40 (4): 552-61.
45. MELLOR, P. S., WITTMANN, E. J. (2002). Bluetongue virus in the mediterranean basin
1998-2001. Vet J 164(1): 20-37.
46. MELVİLLE LF, HUNT NT, DAVİS SS, WEİR RP (2004). Bluetongue virus does not persist
in naturally infected cattle. Vet. Italia 40:502–507.
47. MERTENS, P., MANN, N., PRASAD, G., SAMUEL, A. R., SHAW, A. E., POTGIETER, A.
C., ANTHONY, S. J., MANN, S. (2007). Design of primers and use of RT-PCR assays
48.
49.
50.
51.
52.
53.
54.
55.
56.
57.
58.
59.
60.
61.
62.
63.
64.
65.
66.
67.
68.
fortyping European bluetongue virus isolates: differentiation of field and vaccine strains.
J.Gen. Virol. 88:2811-23.
MONACO, F., CAMMA, C., SERINI, SAVINI, G. (2006). Differentiation between field and
vaccine strain ofbluetongue virus serotype 16. Vet. Microb. 166: 45-52.
MURRAY, P.K., EATON, B.T. (1996) Vaccines for bluetongue. Aust Vet J, 73(6):207-10.
NIKOLAKAKI, V., NOMİKOU, K., KOUMBATI, M., MANGANA, O.,
PAPANASTASSOPOULOU, M., MERTENS, P., PAPADOPOULOS, O. (2006). Molecular
analysis of the NS3/NS3A gene of Bluetongue virus isolatesfrom the 1979 and 1998–2001
epizootics in Greece andtheir segregation into two distinct groups. Vir. Res. 114: 6-14
NOAD R,ROY P (2003). Virus-like particles as immunogens. Trends Microbiol. 11:438-444.
OIE Manual of Standarts for Diagnostic Tests and Vaccines (2012). Bluetongue. Chapter 2.1.3.
http://www.oie.int.norms.MMANUAL/A_00026.htm
OSBURN BI, JOHNSON RT, SİLVERSTEİN AM, PRENDERGAST RA, JOCHİM MM,
LEVY SE (1971). Experimental viral-induced congenital encephalopathies. II. The
pathogenesis of bluetongue virus infection of fetal lambs. Lab. Invest. 25:206-213.
OZKUL A; ERTURK A; CALISKAN E; SARAC F; CEYLAN C; MERTENS P;KABAKLI
O;DINCER E;CIZMECI S G ( 2009) .Segment 10 based molecular epidemiology of
bluetongue virus (BTV) isolates from Turkey: 1999-2001. Virus research 142(1-2):134-9.
PANDRANGİ.A(2013).Etiology,pathogenesis and future prospects for developing improved
vaccines against bluetounge virus: A Review. Afr. Jour.of Env. Sci. and Tec.7(3),68-80.
PARKER, J., HERNIMANN, K.A.J., GIBBS. (1975). An experimental inactivated vaccine
against bluetongue. Vet.Rec. 96: 284-287.
RAMAKRISHNAN, M.A., PANDEY, A.B., SINGH, K.P., SINGH, R., MEHROTRA, M.L.
(2005). Immune response and protective efficacy of binary ethylenimine (BEI) inactivated
bluetounge virus vaccines in sheep Vet. Res Comm. 29
RAMAKRISHNAN, M.A., PANDEY, A.B., SINGH, K.P., SINGH, R., MEHROTRA, M.L.
(2005). Immune response and protuctive efficacy in sheep immunised with hydroxylamineinactivated bluetongue virus vaccine. Vet. Ital. 41(3): 149-155.
RİCHARDS RG, MACLACHLAN NJ, HEİDNER HW, FULLER FJ (1988). Comparison of
virologic and serologic responses of lambs and calves infected with bluetongue virus serotype
10. Vet. Microbiol. 18:233–242.
RONER MR, JOKLİK WK (2001). Reovirus reverse genetics: incorporation of the CAT gene
into the reovirus genome. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 98:8036–8041
ROY P (1992). Bluetongue virus proteins. J. Gen. Virol. 73:3051-3064
ROY P, NOAD R (2008). Virus-like particles as a vaccine delivery system: myths and facts.
Hum. Vaccin. 4:5-12.
SAVINI, G.; HAMERS, C.; CONTE, A.; MIGLIACCIO, P.; BONFINI, B.; TEODORI, L.;
VENTURA, M. DI; HUDELET, P.; SCHUMACHER, C.; CAPORALE, V. (2008)Assessment
of efficacy of a bivalent BTV-2 and BTV-4 inactivated vaccine by vaccination and challenge in
cattle. Veterinary Microbiology 133 : 1-8
SAVINI,G., RONCHİ,G.F., LEONE,A., CIARELLI,A., MIGLIACCIO,P.,
FRANCHİ,P.,MERCANTE,M.T., PINI,A. ( 2007). An inactivated vaccine for the control of
bluetounge virus serotype 16 infection in sheep in Italy. Vet.Micrb.124: 140-146
SAVINI.G., MONACO. F., CONTE. A., MIGLIACCIO. P., CASACCIA. C., SALUCCI. S.,
Di VENTURA. M. (2004) Monovalent modified-live vaccine againts bluetongue virus
serotype 2: immunity studies in cow. Vet. Ital. 40(4): 664-667
SAVİNİ G, MACLACHLAN NJ, SANCHEZ-VİZCAİNO JM, ZİENTARA S (2008). Afr. J.
Environ. Sci. Technol. Vaccines against bluetongue in Europe. Comp. Immunol. Microbiol.
Infect. Dis. 31: 101-120.
SAVİNİ G, MACLACHLAN NJ, SANCHEZ-VİZCAİNO JM, ZİENTARA S (2008):
Vaccines against bluetongue in Europe. Comparative Immunology, Microbiology and Infectious Diseases 31, 101–120.
SCHULTZ G, DELAY PD (1995). Losses in newborn lambs associated with bluetongue
vaccination of pregnancy ewes. J. Am. Vet. Med. Assoc. 127:224-226.
69. SCHWARTZ-CORNİL I, MERTENS PPC, CONTRERAS V, HEMATİ B, PASCALE F,
BRERAD E, MELLOR PS, MACLACHLAN NJ, ZİENTARA S (2008). Bluetongue virus:
virology, pathogenesis and immunity. Vet. Res. 39:46.
70. SELLERS RF, TAYLOR WP (1980). Epidemiology of bluetongue and the import and export
of livestock, semen and embryos. Bull. Off. Int. Epizoot. 92:587–592.
71. STOTT JL, OSBURN BI, ALEXANDER L (1985). Ornithodoros coriaceus (pajaroello tick)
as a vector of bluetongue virus. Am. J. Vet Res. 46:1197–1199.
72. TWEEDLE N, MELLOR PS (2002): Technical review – bluetongue: The virus, hosts and
vectors. Version 1.5. Report to the Department of Health, Social Services and PublicSafetyU.K.(DEFRA),25p.http://archive.defra.gov.uk/foodfarm/farmanimal/diseases/atoz/doc
uments/bluetongue_technical.PDF (accessed July 28, 2011).
73. VERONESİ E, HAMBLİN C, MELLOR PS (2005). Live attenuated bluetongue vaccine
viruses in Dorset Poll sheep, before and after passage in vector midges (Diptera:
Ceratopogonidae). Vaccine 23:5509-5516.
74. YONGUÇ, A.D., TAYLOR, W.P., CSONTOS, L., WORRALL, E. (1982). Bluetongue in
Western Turkey. Vet. Rec. Aug. 111: 144-46.
75. YOUNG S, CORDY DR (1964). An ovine fetal encephalopathy caused by bluetongue virus
vaccine. J. Neuropathol. Exp. Neurol. 23:635-642.
76. ZİENTARA,S., MACLACHLAN, N.G., CALİSTRİ,P.,VİZCAİNO , J.M.S., SAVİNİ ,G. (2010)
Bluetongue vaccination in Europe. Expert Review of Vaccines. Vol. 9(9), 989-991
77. ZULU, G.B. , VENTER, E.H., 2014, ‘Evaluation of cross-protection of bluetongue virus
serotype 4 with other serotypes in sheep’, Journal of the South African Veterinary Association
85(1), Art. #1041, 2 pages. http:// dx.doi.org/10.4102/jsava. v85i1.1041